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<article-title xml:lang="es"><![CDATA[Efecto del aceite esencial de Aloysia triphylla britton (cedrón) sobre el Trypanosoma cruzi en ratones]]></article-title>
<article-title xml:lang="en"><![CDATA[The effect of the essential oil from Aloysia triphylla britton (lemon verbena) on Trypanosoma cruzi in mice]]></article-title>
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<abstract abstract-type="short" xml:lang="en"><p><![CDATA[Objectives. To determine the in-vivo anti-Trypanosoma cruzi activity of the essential oil from Aloysia triphylla in mice. Materials and methods. The mice (n = 15) in the study were randomly assigned to the following groups: infected and untreated (G1), infected and treated with benznidazole 100 mg/kg (G2), infected and treated with of Aloysia triphylla essential oil 100 mg/kg (G3), infected and treated with of Aloysia triphylla essential oil 250 mg/kg (G4), uninfected and untreated (G5), and uninfected and treated with 250 mg/kg of Aloysia triphyla (G6). The infection was conducted using 104 blood T. cruzi trypomastigotes and the treatment began on the 8th day post-infection (dpi) through 28 dpi. The parasitemia was determined through optical microscopy every 2 days using 5 &#956;L of blood sampled from the tail. In dpi 14, 21 and 28, the blood sample was obtained from the queue for testing creatine kinase-MB, alanine aminotransferase and creatinine, then animals were euthanized and the heart was removed for histopathological study. Results. The essential oil of lemon verbena produced a significant reduction of the parasitemia, 85.4% with the peak at a the dose of 250 mg/ kg. It was also observed a reduction in the number of amastigotes and inflammatory infiltrates in the heart. The creatine kinase-MB plasma levels also decreased at dpi 28 as a result of such treatment. Conclusions. Under experimental conditions, the essential oil of Aloysia triphylla (lemon verbena) has in vivo anti-Trypanosoma cruzi effect in mice.]]></p></abstract>
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</front><body><![CDATA[ <p align="right"><b><font face="Verdana" size="2">ARTÍCULO ORIGINAL</font></b></p>      <p align="justify"><b><font face="Verdana" size="4">Efecto del aceite esencial de <em><i>Aloysia triphylla</i></em> britton (cedrón) sobre el <em><i>Trypanosoma cruzi</i></em> en ratones</font></b></p>      <p align="justify"><b><font face="Verdana">The effect of the essential oil from         <em><i>Aloysia triphylla</i></em> britton   (lemon verbena) on <em><i>Trypanosoma cruzi</i></em> in mice</font></b></p>      <p align="justify">&nbsp;</p>      <p align="justify"><b><font face="Verdana" size="2">   Juan Rojas<sup>1,a</sup>, Olga Palacios<sup>2,b</sup>, Sergio Ronceros<sup>1,a</sup></font></b></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   1 Instituto de Investigaciones Clínicas, Facultad de Medicina Humana,   Universidad Nacional Mayor de San Marcos, Lima, Perú.   &nbsp;</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">2 Instituto de Medicina   Tropical, Facultad de Medicina Humana, Universidad Nacional Mayor de San Marcos,   Lima, Perú.   &nbsp;</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">a Químico farmacéutico, doctor   en Farmacia y Bioquímica; b médico, doctor en Medicina; c médico patólogo   &nbsp;</font></p>  <hr>      <p align="justify"><b><font face="Verdana" size="2">RESUMEN</font></b></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   Objetivos. Determinar la actividad anti-<em><i>Trypanosoma cruzi</i> in vivo</em> del aceite   esencial de <i>Aloysia triphylla</i> en ratones.   Materiales y Métodos. Los animales fueron asignados aleatoriamente a los   siguientes grupos (n = 15 por grupo):   infectados y no tratados (G1), infectados y tratados con benznidazol 100 mg/kg   (G2), infectados y tratados con aceite   esencial de <i>Aloysia triphylla</i> 100 mg/kg (G3), infectados y tratados con aceite   esencial de <i>Aloysia triphylla</i> 250 mg/kg   (G4); no infectados y no tratados (G5), y no infectados y tratados con 250 mg/kg   de <i>Aloysia triphyla</i> (G6). La infección con <i>T. cruzi</i> se realizó con 104 tripomastigotes sanguíneos y el tratamiento empezó en   el octavo día postinfección (dpi) hasta el 28   dpi. La parasitemia se determinó con microscopía óptica cada dos días en 5 &#956;L de   sangre extraída de la cola. En el 14, 21   y 28 dpi se obtuvo sangre de la cola para el ensayo de creatina kinasa-MB (CK-MB),   alanina aminotransferasa y creatinina;   después, los animales fueron sacrificados y se extrajo el corazón para el   estudio histopatológico. Resultados. El aceite   esencial de cedrón produjo una reducción significativa de 85,4% del pico de   parasitemia con la dosis de 250 mg/kg; también   produjo reducción del número de amastigotes e infiltrados inflamatorios en el   corazón. El nivel plasmático de CK-MB   también disminuyó en el 28 dpi por efecto de dicho tratamiento. Conclusiones. En   condiciones experimentales, el aceite   esencial de <i>Aloysia triphylla</i> tiene efecto anti-<em><i>Trypanosoma cruzi</i> in vivo</em> en   ratones.   &nbsp;</font></p>      ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><font face="Verdana" size="2"><b>Palabras clave:</b>     <em><i>Trypanosoma cruzi</i></em>; Cedrón; Aceites esenciales; Experimentación animal (fuente:   DeCS BIREME).   &nbsp;</font></p>  <hr>      <p align="justify"><b><font face="Verdana" size="2">ABSTRACT</font></b></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   Objectives. To determine the in-vivo anti-<em><i>Trypanosoma cruzi</i></em> activity of the   essential oil from <i>Aloysia triphylla</i> in mice.   Materials and methods. The mice (n = 15) in the study were randomly assigned to   the following groups: infected and   untreated (G1), infected and treated with benznidazole 100 mg/kg (G2), infected   and treated with of <i>Aloysia triphylla</i>   essential oil 100 mg/kg (G3), infected and treated with of <i>Aloysia triphylla</i>   essential oil 250 mg/kg (G4), uninfected and   untreated (G5), and uninfected and treated with 250 mg/kg of <i>Aloysia triphyla</i>   (G6). The infection was conducted using   104 blood <i>T. cruzi</i> trypomastigotes and the treatment began on the 8th day post-infection   (dpi) through 28 dpi. The   parasitemia was determined through optical microscopy every 2 days using 5 &#956;L of   blood sampled from the tail. In dpi 14,   21 and 28, the blood sample was obtained from the queue for testing creatine   kinase-MB, alanine aminotransferase and   creatinine, then animals were euthanized and the heart was removed for   histopathological study. Results. The essential   oil of lemon verbena produced a significant reduction of the parasitemia, 85.4%   with the peak at a the dose of 250 mg/   kg. It was also observed a reduction in the number of amastigotes and   inflammatory infiltrates in the heart. The creatine   kinase-MB plasma levels also decreased at dpi 28 as a result of such treatment.   Conclusions. Under experimental   conditions, the essential oil of <i>Aloysia triphylla</i> (lemon verbena) has in vivo   anti-<em><i>Trypanosoma cruzi</i></em> effect in mice.</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   <b>Key words:</b> <em><i>Trypanosoma cruzi</i></em>; Cedron; Oils, volatile; Animal   experimentation (source: MeSH NLM).</font></p>  <hr>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   <b>INTRODUCCIÓN</b></font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   La <i>Aloysia triphylla</i> Britton es una planta espontánea   de América del Sur, originaria del Perú; pertenece a   la familia de las Verbenáceas y también es conocida   con el nombre botánico de <em><i>Lippia citriodora</i></em> Kunth,   Lippia triphylla Kuntze, <em><i>Aloysia citriodora</i></em> Ortega,   <em>Verbena triphylla</em> L’Héritier, <em>Zapania citriodora</em> Lam,   <em>Aloysia sleumeri</em> Mold, <i>Aloysia triphylla</i> (L’Herit.)   Britt; <i>Lippia citriodora</i> H.B.K., <i>Aloysia citriodora</i> Ort.   ex Pers.; mientras que, popularmente, se la conoce   como “cedrón”, “cidrón”, “limón verbena”, “verbena”,   “yerba luisa” o “hierba de la princesa”, según el país o   la región (1). Es un arbusto perenne que puede medir   más de 1,5 m de altura y se caracateriza porque sus   hojas desprenden un intenso y agradable olor a limón;   su nombre “triphylla” se debe a que sus hojas simples,   rugosas e insertadas en cada nudo, están reunidas en   vértices de tres; sus flores son pequeñas, blancas por   fuera y violáceas por dentro (2).</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   La información etnofarmacológica refiere diversos usos   de la <i>A. triphylla</i> en la medicina popular; la ingesta   por vía oral de la infusión o decocción de las partes   aéreas de esta planta se utiliza en Sudamérica como   antiespasmódico, tranquilizante, calmante nervioso,   expectorante y estomacal (1); además de este uso, en   Bolivia se utiliza también para la hipertensión arterial (3);   en Ecuador para tratar fiebre, dolor de cabeza y como   diurético (4). En Asia también se utiliza tradicionalmente   para tratar espasmos gastrointestinales, resfrío común y   como sedativo (5).</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   Estudios científicos han demostrado importantes   propiedades antimicrobianas de <i>A. triphylla</i>. El extracto   acetónico de las partes aéreas evidenció significativa   actividad contra Bacillus subtilis, Staphylococcus   aureus, Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae y   Proteus vulgaris (6); el extracto etanólico fue activo   contra Listeria monocytogenes (7); por otra parte, el   aceite esencial mostró actividad contra Staphylococcus   aureus, Staphylococcus epidermidis, Bacillus cereus,   Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Proteus   mirabilis, Enterobacter aerogenes, Klebsiella ozaenae,   Enterococcus sp, Bacillus subtilis y Candida albicans (8)   y produjo inhibición in vitro de la replicación de cuatro   serotipos del virus del dengue (9).</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   La composición química del aceite esencial es   inconstante y depende del método de extracción, de su   duración y la temperatura, del estado y la procedencia   de la planta, y de las condiciones geobotánicas y   agrícolas de su cultivo; los principales componentes   son neral, geranial, limoneno, espatulenol, y variaciones   intrínsecas en la cantidad y calidad del resto de terpenos   como &#945;-tujeno, &#945;-pineno, camfeno, mirceno, p-cimeno,   &#947;-terpineno, linalol, camferol, dihidrolinalool, citronelol,   mentona, isoborneol, &#945;-terpineol, carvona, etc (10).   Según el componente principal se han identificado cinco   quimiotipos: I, mircenona (37%) y &#945;-tujona (17%); II,   &#945;-tujona (23%) y cis-carveol (18%), ambos en Argentina;   III, 1,8-cineol (12%) y geranial (10%), en Marruecos;   IV, limoneno (37%), geranial (14%) y neral (11%), en   Turquía; V, neral (10%) y geranial (40%), es el más   abundante en el mundo y se encuentra principalmente   en Colombia, Chile, Brasil, Eslovenia, Portugal, Francia   y Grecia (2).</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   La trypanosomiasis americana o enfermedad de   Chagas es una infección parasitaria causada por el   protozoo <i>Trypanosoma cruzi</i>, transmitida por insectos   hematófagos de la familia Reduviidae. Esta enfermedad   está presente en casi todos los países de Latinoamérica   con una prevalencia global de ocho a nueve millones de   personas y una población en riesgo de 25 millones (11).   En los últimos años, la rapidez de los viajes en avión y   las migraciones, han llevado a la exportación de casos   de enfermedad de Chagas fuera de Latinoamérica a   países como Alemania, Australia, Canadá, España,   Francia, Italia, Japón o EE. UU. (12).</font></p>      ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   La farmacoterapia actual de la enfermedad de Chagas   comprende escasamente dos fármacos, nifurtimox   y benznidazol; ambos son tóxicos, es necesario   administrarlos por largo tiempo y solo sirven para la   fase aguda de la enfermedad (13). Ante esta situación,   es urgente la búsqueda de nuevos agentes terapéuticos   donde las plantas medicinales son una opción viable; no   obstante, la inmensa mayoría de estudios de la actividad   tripanocida con derivados de plantas, se han realizado   solamente por medio de ensayos in vitro. En un estudio   recientemente publicado, hemos demostrado que el   aceite esencial de <i>A. triphylla</i> inhibió el crecimiento in   vitro de epimastigotes de <i>T. cruzi</i> con una moderada   CI50 de 96,5 &#956;g/mL (14). Esto nos motivó a continuar el   estudio, por lo que nos propusimos evaluar in vivo el   efecto anti-<i>Trypanosoma cruzi</i> del aceite esencial de <i>A. triphylla</i> en un modelo de ratón.</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   <b>MATERIAL Y MÉTODOS</b></font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   Se realizó un estudio experimental en ratones albinos   machos (22 &#177 2 g) obtenidos del Instituto Nacional de   Salud de Perú y mantenidos bajo un ciclo de luz/oscuridad   de 12/12 horas, con un periodo de aclimatación de una   semana antes del experimento, recibiendo alimento y   agua ad libitum.</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   <i>PREPARACIÓN DEL ACEITE DE <i>Aloysia triphylla</i></i></font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   Se recolectó muestras de la <i>Aloysia triphylla</i> en la ciudad   de Huancayo, Perú; estas muestras fueron llevadas al   Museo de Historia Natural de la Universidad Nacional   Mayor de San Marcos para su identificación taxonómica.</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   El aceite esencial se obtuvo de las hojas frescas, a   través de una destilación por arrastre con vapor de agua   en un aparato tipo clevenger; el destilado se separó   tomando en cuenta sus propiedades de inmiscibilidad   y diferencia de densidades entre el agua y el aceite   esencial, utilizando una pera de separación de vidrio.   Se deshidrató con sulfato sódico anhidro (Na2SO4), se   filtró y se conservó en un frasco de vidrio color ámbar   bajo refrigeración a una temperatura de 4 ºC hasta su uso.</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   <i>OBTENCIÓN DEL <i>Trypanosoma cruzi</i></i></font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   Se utilizó una cepa silvestre no estandarizada de   <i>Trypanosoma cruzi</i> aislada del vector Triatoma   infestans colectado en el departamento de Arequipa,   Perú. Los parásitos fueron mantenidos por pases de   sangre infectada a ratones albinos Balb/c normales.   Se realizaron dos pases previos por ratón antes de la   realización del experimento.</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   En el ensayo se usaron tripomastigotes sanguíneos cosechados   por punción cardíaca de los ratones infectados   por Trypanosma cruzi, en el pico de parasitemia.</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   <i>GRUPOS EXPERIMENTALES</i></font></p>      ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   Los animales fueron asignados aleatoriamente a los   siguientes grupos (15 ratones por grupo): infectados y no   tratados (G1); infectados y tratados con benznidazol 100   mg/kg (G2); infectados y tratados con aceite esencial de   <i>Aloysia triphylla</i> 100 mg/kg (G3); infectados y tratados   con aceite esencial de <i>Aloysia triphylla</i> 250 mg/kg (G4);   no infectados y no tratados (G5) y no infectados y   tratados con 250 mg de <i>Aloysia triphylla</i> (G6).</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   La infección se realizó por inyección intraperitoneal de   104 tripomastigotes sanguíneos.</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   El aceite esencial fue disuelto en dimetilsulfóxido   (DMSO) al 1% y se administró una vez al día mediante   una sonda orogástrica en las dosis indicadas a los grupos   G3, G4 y G6, desde el 8 al 28 dpi (día postinfección).</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   El benznidazol fue administrado en dosis de 100 mg/   kg/día por vía oral (grupo G2); mientras que los grupos   G1 y G5 solamente recibieron el vehículo utilizado en la   muestra. El inicio del tratamiento fue desde el día 8, en   un esquema similar a los grupos anteriores.</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   <i>CONTROL DE LA EXPERIMENTACIÓN</i></font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   La infección se determinó desde el día 4 y la experimentación   comenzó el día 8 con el inicio del tratamiento. En   los ratones se evaluó el nivel de parasitemia, peso corporal,   isoenzima cardíaca creatina kinasa (CK-MB), alanina   aminotransferasa (ALT) y creatinina.</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   Medición de la parasitemia: fue determinada individualmente   cada dos días por microscopía directa contando   los parásitos en 5 &#956;L de sangre obtenida de la cola   de los ratones. Se observó al microscopio a 400X y   se realizó el recuento de tripomastigotes en cincuenta   campos. La parasitemia se calculó multiplicando el   número de parásitos en cincuenta campos por el factor   de microscopio.</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   Medición del CK-MB, ALT y creatinina: se colectó sangre   de la punta de la cola de los ratones de todos los grupos   experimentales en microcapilares heparinizados,   en los días 14, 21 y 28 postinfección. El plasma fue   obtenido después de la centrifugación de la sangre en   una centrífuga de microhematocrito. Se determinó los   niveles plasmáticos de la CK-MB, ALT y creatinina.</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   Se determinó la actividad de la CK-MB usando un slide   CKMB (Vitros&#174). Se depositó en el slide, una gota de   11 &#956;L de plasma que fue distribuida uniformemente por   la capa difusora a las capas subyacentes. En la capa   reactiva, la creatina quinasa en la muestra cataliza la   conversión del fosfato de creatina y del difosfato de   adenosina (ADP) a creatina y trifosfato de adenosina   (ATP). En presencia de glicerol quinasa, el glicerol es   fosforilado a L-&#945;-glicerofosfato oxidasa. Finalmente, un   leucocolorante es oxidado por el peróxido de hidrógeno   en presencia de peroxidasa para formar un colorante. El   grado de variación de la densidad de reflexión se convierte   en actividad enzimática. La lectura se realizó a 670 nm.</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   Para la medición de la ALT y creatinina se utilizó slides   ALT y CREA (Vitros&#174). Los resultados de ALT fueron   expresados como concentración de enzima (UI/L). Los   niveles de creatinina se expresaron como mg/dL.</font></p>      ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   <i>EVALUACIÓN HISTOPATOLÓGICA</i></font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   En el 14, 21 y 28 dpi, se seleccionaron aleatoriamente   cinco ratones de cada grupo que fueron sacrificados por   dislocación cervical y los corazones fueron rápidamente   extraídos y procesados para análisis histopatológico. Los   corazones se cortaron longitudinalmente, se lavaron en   tampón fosfato salino (PBS) helado y se fijaron en formaldehído   al 10% en PBS. Los tejidos fijados fueron   deshidratados y embebidos en parafina. Se realizaron   secciones de 3 &#956;m, que fueron coloreadas con hematoxilina-   eosina (HE) y se analizaron por microscopía de luz.</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   Se determinó el número de nidos de amastigotes   y de infiltrados inflamatorios (más de diez células   mononucleares) en cien campos en cada lámina, a   400X. Se obtuvo el número promedio de nidos de   amastigotes o infiltrados inflamatorios por campo, con   tres secciones por cada muestra de cada ratón.</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   <i>ANÁLISIS DE DATOS</i></font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   Los datos obtenidos fueron expresados como media   &#177 error estándar y las comparaciones entre los grupos   experimentales fueron realizadas por ANOVA de una   vía seguido por una prueba post-hoc de Scheffé. Las   medias se consideraron significativamente diferentes   cuando p&lt;0,05. Se utilizó el programa estadístico   SPSS 15.0.</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   <b>RESULTADOS</b></font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   En los primeros 8 dpi se verificó la infección con   <i>Trypanosoma cruzi</i> en el 100% de los ratones inoculados   y no se observó diferencias significativas en el nivel de   parasitemia en los grupos infectados.</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   <i>INFECCIÓN POR <i>Trypanosoma cruzi</i></i></font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   El tratamiento a partir del 8.º dpi con el aceite esencial de   <i>Aloysia triphylla</i> (cedrón) en dosis de 250 mg/kg/día por   vía oral produjo una reducción significativa de 85,4%   (p&lt;0,05) en el pico de la parasitemia en el 22 dpi. Con la   dosis de cedrón de 100 mg/kg/día se produjo una menor   reducción de la parasitemia (41,8%). La parasitemia se   redujo 100% con el tratamiento con 100 mg/kg/día de   Benznidazol (<a href="#fig01">Figura 1</a>).</font></p>      <p align="justify"><a name="fig01"></a></p>      ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="center">      <img src="/img/revistas/rpmesp/v29n1/a09fig01.jpg"></p>      <p align="justify">&nbsp;</p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">                                       El mayor número de nidos de amastigotes en tejido   cardiaco se observó en el 28 dpi en el grupo infectado   y no tratado (46,4 &#177 10,7 nidos de amastigotes/100   campos), seguido por el grupo infectado y tratado con   100 mg/kg de cedrón (16,8 &#177 12,3 nidos de amastigotes/100   campos) produciendo dicho tratamiento una reducción de   63,8%. En los grupos tratados con benznidazol 100 mg/kg   y cedrón 250 mg/kg no se observaron nidos de amastigotes   en el 28 dpi (<a href="#fig02">Figura 2</a>, <a href="#fig03">Figura 3</a> y   <a href="#fig04">Figura 4</a>).</font></p>      <p align="justify"><a name="fig02"></a></p>      <p align="center">      <a href="/img/revistas/rpmesp/v29n1/a09fig02a.jpg">  <img src="/img/revistas/rpmesp/v29n1/a09fig02.jpg" border="1"></a></p>      <p align="justify">&nbsp;</p>      <p align="justify"><a name="fig03"></a></p>      <p align="center">      <img src="/img/revistas/rpmesp/v29n1/a09fig03.jpg"></p>      <p align="justify">&nbsp;</p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">                                             El número de infiltrados inflamatorios/100 campos se   incrementó progresivamente en el grupo infectado y   no tratado, siendo mayor en el 28 dpi. El tratamiento   con benznidazol y cedrón 250 mg/kg produjo una   reducción significativa de infiltrados inflamatorios   en el 28 dpi (p&lt;0,001), mientras que con 100 mg/kg   de cedrón, la reducción fue menor pero significativa   (p&lt;0,01).</font></p>      ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   <i>ALTERACIÓN EN ANÁLISIS BIOQUÍMICOS Y PESO   CORPORAL</i></font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   La ganacia de peso corporal fue alterada en los ratones   infectados, produciéndose una disminución significativa   de peso (p&lt;0,05) en el 21 dpi, que se incrementó en el   28 dpi en todos los grupos, siendo mayor en los grupos   que recibieron tratamiento con cedrón en dosis de 250   mg/kg/día, sea infectado o no (p&lt;0,01), excepto en el   grupo que recibió tratamiento con benznidazol, donde   si hubo ganancia de peso que, aunque fue menor, la   diferencia no fue significativa (<a href="#fig04">Figura 4</a>).</font></p>      <p align="justify"><a name="fig04"></a></p>      <p align="center">      <img src="/img/revistas/rpmesp/v29n1/a09fig04.jpg"></p>      <p align="justify">&nbsp;</p>      <p align="justify">&nbsp;</p>      <p align="center">      <img src="/img/revistas/rpmesp/v29n1/a09fig05.jpg"></p>      <p align="justify">&nbsp;</p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">                                    Los niveles plasmáticos de CK-MB se incrementaron   significativamente desde el 21 dpi en los grupos   infectados (p&lt;0,001), excepto en el grupo tratado con   benznidazol. El incremento continuó hasta el 28 dpi en   los grupos G1 y G2 (infectado-no tratado e infectadotratado   con 100 mg/kg de cedrón, respectivamente),   mientras que en el grupo infectado y tratado con cedrón   250 mg/kg descendió en el intervalo del 21 al 28 dpi,   pero se mantiene más elevado respecto a los controles   (no infectados y tratados con benznidazol), que se   muestran en la <a href="#tab01">Tabla 1</a>.</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   Los niveles plasmáticos de ALT se incrementaron   significativamente en todos los grupos infectados desde   el 21 dpi inclusive en el grupo infectado y tratado con   benznidazol. Los niveles de dicha enzima continuaron   incrementados significativamente (p&lt;0,001) en el 28 dpi.</font></p>      ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   Los niveles plasmáticos de creatinina se muestran en la   <a href="#tab01">Tabla 1</a>. Los valores se incrementaron significativamente   desde los 21 dpi y disminuyeron levemente en el 28 dpi.</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   <b>DISCUSIÓN</b></font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   En esta investigación se demuestra que el pico de   parasitemia al utilizar una cepa peruana de <i>Trypanosoma cruzi</i> se produjo en la tercera semana postinfección   (<a href="#fig01">Figura 1</a>). En otros estudios que han utilizado cepas   procedentes de otros países latinoamericanos se ha   demostrado que el pico de parasitemia se alcanzó en   diferentes tiempos; así, tenemos que para el caso de   la cepa Tulahuen de Chile y cepa Y de Brasil, el pico   de parasitemia se produjo en la primera semana (15,16),   mientras que para las cepas X-1 y K-1 de Argentina   se produjo en el 18 y 22 dpi, respectivamente (17). Este   particular comportamiento de las cepas de <i>T. cruzi</i> ha   sido asociado con su origen geográfico; al respecto, <i>T. cruzi</i> presenta un alto grado de variabilidad genética   intraespecífica, con posible implicación para la forma   clínica de la enfermedad, como el desarrollo de   cardiopatía, megaesófago y megacolon, solos o en   combinación (18).</font></p>      <p align="justify"><a name="tab01"></a></p>      <p align="center">      <a href="/img/revistas/rpmesp/v29n1/a09tab01a.jpg">  <img src="/img/revistas/rpmesp/v29n1/a09tab01.jpg" border="1"></a></p>      <p align="justify">&nbsp;</p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">                                       En la búsqueda de nuevas drogas alternativas para el   tratamiento de la enfermedad de Chagas, los extractos   vegetales y los aceites esenciales aparecen como   prometedores agentes antiproliferativos. El extracto   diclorometano de la hoja de Baccharis dracunculifolia,   a una concentración de 3 mg/mL, mostró 100% de lisis   de formas tripomastigotes de <i>T. cruzi</i> (19). Los extractos y   fracciones de Ampelozizyphus amazonicus exhibieron lisis   de las formas tripomastigotes de <i>T. cruzi</i> in vitro (20). Por otra   parte, los aceites esenciales también han demostrado   importante actividad contra <i>T. cruzi</i>. Se ha descrito en   estudios in vitro que el aceite esencial de Origanum   vulgare (orégano) inhibió el crecimiento de epimastigotes   de <i>T. cruzi</i> y también indujo lisis de tripomastigotes,   semejante actividad se observó con el aceite esencial de   Thymus vulgaris L (tomillo) (21). Los aceites esenciales de   Achillea millefolium L (milenrama), Syzygium aromaticum   L (clavo) y Ocimun basilicum L (albahaca) también   han demostrado su actividad inhibitoria del desarrollo   de epimastigotes y tripomastigotes de <i>T. cruzi</i> (22).   Recientemente se ha informado la eficacia in vitro del   extracto etanólico de hojas de Zanthoxylum chiloperone   y de la canthin-6-ona, principal componente de la corteza   del tallo y la raíz, contra las formas tripomastigotes y   amastigotes de <i>T. cruzi</i>, así como la eficacia del extracto   etanólico de las hojas en la reducción de la parasitemia por   <i>T. cruzi</i> en ratones Balb/c (23). Por otra parte, el derivado   fenólico de un alcaloide naftilisoquinolínico aislado   de Ancistrocladus cochinchinensis mostró excelente   actividad contra <i>T. cruzi</i> (24).</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   En la presente investigación, el aceite esencial de   <i>Aloysia triphylla</i> (cedrón) en dosis de 250 mg/kg produjo   una reducción significativa del pico de parasitemia de   85,4% en el 22 dpi (<a href="#fig01">Figura 1</a>), esto guarda relación   con la reducción significativa del número de nidos de amastigotes e infiltrados inflamatorios que se observa   en el tejido cardiaco al final del experimento (<a href="#fig02">Figura 2</a>   y <a href="#fig03">Figura 3</a>). Este efecto podría ser importante ya que si bien no   produjo la eliminación de los parásitos de manera similar   a benznidazol, es generalmente aceptado que con   una infección aguda más severa se puede desarrollar   una fase crónica más agresiva (25). Por otra parte, los   niveles plasmáticos de CK-MB se incrementaron   significativamente en la tercera semana en los grupos   infectados con <i>Trypanosoma cruzi</i>, excepto el grupo   tratado con benznidazol; al respecto, se ha demostrado   que la infección por <i>T. cruzi</i> produce incremento   plasmático de CK-MB comparado con ratones control no   infectados, que revelaría indirectamente la invasión del   músculo cardiaco por este parásito protozoario (17); por   su parte, de Souza et al., observaron que después de   tres semanas, los ratones infectados con 104 parásitos   mostraron incremento en los niveles plasmáticos de   CK-MB; asimismo, encontraron una correlación positiva   entre los infiltrados inflamatorios en tejido cardiaco   detectado histopatológicamente en los animales y los   niveles de CK-MB, indicando que este marcador puede   ser útil para monitorear la ocurrencia de miocarditis   chagásica experimental (26). En este estudio, los niveles   plasmáticos de CK-MB disminuyeron significativamente   (p&lt;0,001) en el 28 dpi por efecto del tratamiento con   aceite esencial de cedrón en dosis de 250 mg/kg   (<a href="#tab01">Tabla 1</a>), lo que también guarda relación con la nula   observación de amastigotes en el tejido cardiaco de los   ratones de este grupo al final del experimento (<a href="#fig02">Figura 2</a>)   y los escasos infiltrados inflamatorios.</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   En el grupo no tratado e infectado con <i>Trypanosoma cruzi</i>, se observó un incremento progresivo del número   de infiltrados inflamatorios. Durante la infección con   <i>T. cruzi</i>, la activación del sistema inmune innato está   probablemente involucrado en, al menos, dos aspectos   de la fisiopatología de la enfermedad de Chagas, el   control de la replicación y dispersión del parásito en el   tejido del huésped y la reacción inflamatoria en el tejido   infectado del huésped, siendo considerado este último   como la causa principal de daño tisular que conduce a   disfunción del órgano durante la fase aguda y crónica   de la enfermedad (27). La miocarditis aguda por <i>T. cruzi</i>   está asociada con nidos de parásitos y focos inflamatorios   celulares que están compuestos de macrófagos, células   CD4+ y principalmente CD8+, diferenciadas como células   T activadas/memoria (CD62LLow, LFA-1High y VLA-4High) (28).   Se ha demostrado la presencia de moléculas ancladas   de glicosilfosfatidilinositol (GPI) en la membrana   plasmática de <i>T. cruzi</i> que son los antígenos   predominantes que actúan sobre el receptor TLR2   provocando la síntesis de citocinas proinflamatorias y   quimiocinas en macrófagos (27).</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   El incremento de los niveles plasmáticos de ALT y   creatinina en ratones infectados con <i>T. cruzi</i> (<a href="#tab01">Tabla 1</a>)   concuerda con los hallazgos de De Souza et al., (16)   quienes demostraron que la infección por <i>T. cruzi</i> induce   importantes lesiones hepáticas y renales. También   se ha informado que la cepa Tulahuen de <i>T. cruzi</i>   indujo serias lesiones hepáticas caracterizadas por la   desorganización de la estructura trabecular, infiltración   de células mononucleares y la presencia de amastigotes   en el interior de ellas (17). Además, se ha demostrado   que ratones Balb/c infectados con <i>T. cruzi</i>, en el 15 dpi   presentaron atrofia glomerular y aparente necrosis,   con discreta hemorragia glomerular y degeneración   celular cerca de los túbulos proximales, con lo que los   ratones desarrollaron un síndrome cardio/anémico/   renal en la fase aguda de la infección que se acompañó   de un incremento en los niveles de creatinina (29).   Se ha demostrado también que previo a la alteración   cardiaca, los ratones infectados presentan infiltración   inflamatoria renal que causa daño renal agudo debido   a una lesión por isquemia/reperfusión provocado por   citocinas proinflamatorias y altas concentraciones de   óxido nítrico que, si bien lo protege de la invasión del   parásito, causa daño de la integridad y viabilidad celular   renal (25). Existe la posibilidad que esto esté relacionado   con la significativa pérdida de peso corporal que se   observó en los grupos (<a href="#fig04">Figura 4</a>) y que fue mayor en   los grupos tratados con aceite esencial de cedrón en   dosis de 250 mg/kg, pero al observarse similar efecto   en el grupo no infectado y tratado con la misma dosis   de cedrón, se podría especular que el aceite de cedrón   podría cumplir algún papel en la toxicidad, lo cual podría   estar relacionada con la alta dosis utilizada, ya que en el   ensayo con células murinas no mostró citotoxicidad (14),   por lo que sería necesario realizar estudios de toxicidad   aguda y crónica para establecer la seguridad de su   potencial uso como agente anti-<i>Trypanosoma cruzi</i>.   &nbsp;</font></p>      ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Es probable que la actividad   del aceite esencial de   <i>Aloysia triphylla</i> contra <i>T. cruzi</i> podría deberse a su   principal componente, el citral, una mezcla de dos   aldehídos monoterpénicos isoméricos, geranial y neral;   el isómero trans- se conoce como geranial o citral A, y el   isómero cis- se conoce como neral o citral B (2). Esto sería   posible porque se ha demostrado in vitro que el citral en   concentración mayor de 60 &#956;g/mL produce 100% de lisis   de formas epimastigotes y tripomastigotes de <i>T. cruzi</i> (30).   &nbsp;</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">En conclusión, en las   condiciones experimentales del   estudio, el aceite esencial de <i>Aloysia triphylla</i> Britton   (cedrón) tiene efecto anti-<i>Trypanosoma cruzi</i> in vivo en   ratones.</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   <i><b>Contribuciones de autoría</b></i></font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   JR, OP y SR participaron de la concepción y diseño del estudio,   en la recolección de resultados, en el análisis e interpretación   de datos, redacción del manuscrito, revisión crítica del artículo   y la aprobación de la versión final a publicar. JR contribuyó en   la obtención del financiamiento y recolección de datos, OP en   el estudio parasitológico, y GR en los análisis bioquímicos.</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   <i><b>Fuentes de financiamiento</b></i></font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   El estudio fue financiado por el Vicerrectorado de Investigación   de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos.</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   <i><b>Conflictos de interés</b></i></font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   Los autores declaran no tener conflictos de interés en la   ejecución y publicación de este artículo.</font></p>      <p align="justify">&nbsp;</p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   <b>REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS</b></font></p>      ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">   1. Gupta M. 270 Plantas medicinales Iberoamericanas. 1ª ed.   Santa Fe de Bogotá: Editorial Presencia Ltda.; 1995.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2628074&pid=S1726-4634201200010000900001&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->   &nbsp;</font></p>      <!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">2. Díaz O. Estudio comparativo   de la composición química y   evaluación de la actividad antioxidante del aceite esencial de   <i>Aloysia triphylla</i> (L’ Her) Britton, cultivada en tres regiones de   Colombia. Tesis para optar el título de Químico. Bucaramanga,   Colombia: Universidad Industrial de Santander; 2007.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2628076&pid=S1726-4634201200010000900002&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->   &nbsp;</font></p>      <!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">3. Macía MJ, García E, Vidaurre   PJ. An ethnobotanical survey   of medicinal plants commercialized in the markets of La Paz   and El Alto, Bolivia. J Ethnopharmacol. 2005;97(2):337-50.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2628078&pid=S1726-4634201200010000900003&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->   &nbsp;</font></p>      <!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">4. Tene V, Malagón O, Vita PV,   Vidari G, Armijos C, Zaragoza   T. An ethnobotanical survey of medicinal plants used in   Loja and Zamora-Chinchipe, Ecuador. J Ethnopharmacol.   2007;111(1):63-81.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2628080&pid=S1726-4634201200010000900004&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->   &nbsp;</font></p>      <!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">5. Mothana RA, Abdo SA, Hasson   S, Althawab FM, Alaghbari   SA, Lindequist U. Antimicrobial, antioxidant and cytotoxic   activities and phytochemical screening of some yemeni   medicinal plants. Evid Based Complement Alternat Med.   2010;7(3):323-30.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2628082&pid=S1726-4634201200010000900005&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->   &nbsp;</font></p>      ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">6. Kumar NK, Kumar KS, Raman B,   Reddy I, Ramarao M,   Rajagopal S. Antibacterial activity of <i>Lippia citriodora</i> a   folklore plant. JPAM. 2008;2(1):249-52.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2628084&pid=S1726-4634201200010000900006&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->   &nbsp;</font></p>      <!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">7. Bayoub K, Baibai T,   Mountassif D, Retmane A, Soukri   A. Antibacterial activities of the crude ethanol extracts of   medicinal plants against Listeria monocytogenes and some   other pathogenic strains. Afr J Biotechnol. 2010;9(27):4251-8.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2628086&pid=S1726-4634201200010000900007&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->   &nbsp;</font></p>      <!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">8. Oliva M, Beltramino E,   Gallucci M, Casero C, Zygadlo J,   Demo M. Antimicrobial activity of essential oils of <i>Aloysia triphylla</i> (L`Her.) Britton from different regions of Argentina.   BLACPMA. 2010;9(1):29-37.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2628088&pid=S1726-4634201200010000900008&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->   &nbsp;</font></p>      <!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">9. Ocazionez RE, Meneses R,   Torres FA, Stashenko E.   Virucidal activity of Colombian Lippia essential oils on   dengue virus replication in vitro. Mem Inst Oswaldo Cruz.   2010;105(3):304-9.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2628090&pid=S1726-4634201200010000900009&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->   &nbsp;</font></p>      <!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">10. Di Leo Lira P, van Baren CM,   Retta D, Bandoni AL, Gil   A, Gattuso M, et al. Characterization of lemon verbena   (<i>Aloysia citriodora</i> Palau) from Argentina by the essential   oil. J Essent Oil Res. 2008;20(4):350-3.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2628092&pid=S1726-4634201200010000900010&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->   &nbsp;</font></p>      ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">11. Hotez PJ, Molyneux DH,   Fenwick A, Kumaresan J, Sachs   SE, Sachs JD, et al. Control of neglected tropical diseases.   N Engl J Med 2007;357(10):1018-27.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2628094&pid=S1726-4634201200010000900011&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->   &nbsp;</font></p>      <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">12. Organización Mundial de la   Salud. Enfermedad de   Chagas: 100 años después. Boletín de la Organización   Mundial de la Salud &#91Internet&#93;. 2009 &#91citado el 5 diciembre   de 2011&#93;;87:485-564. Disponible en:   <a href="http://www.who.int/bulletin/volumes/87/7/09-030709/es/">http://www.who.int/bulletin/volumes/87/7/09-030709/es/</a></font></p>      <!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">13. Brunton LL, Lazo JS, Parker   KL. Goodman &amp; Gilman. Las   bases farmacológicas de la terapéutica. 11ª ed. México,   DF: McGraw-Hill Interamericana; 2007.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2628097&pid=S1726-4634201200010000900013&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->   &nbsp;</font></p>      <!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">14. Rojas J, Solís H, Palacios   O. Actividad anti-<i>Trypanosoma cruzi</i> in vitro de aceites esenciales de diez plantas   medicinales. An Fac Med. 2010;71(3):161-5.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2628099&pid=S1726-4634201200010000900014&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->   &nbsp;</font></p>      <!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">15. Saraiva J, Vega C, Rolon M,   da Silva R, E Silva ML, Donate   PM, et al. In vitro and in vivo activity of lignan lactones   derivatives against <i>Trypanosoma cruzi</i>. Parasitol Res.   2007;100(4):791-5.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2628101&pid=S1726-4634201200010000900015&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->   &nbsp;</font></p>      <!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">16. de Souza EM, Oliveira GM,   Boykin DW, Kumar A, Hu Q,   De Nazaré C, et al. Trypanocidal activity of the phenilsubstituted   analogue of furamidine DB569 agaisnt   <i>Trypanosoma cruzi</i> infection in vivo. J Antimicrob   Chemother. 2006;58 (3):610-4.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2628103&pid=S1726-4634201200010000900016&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->   &nbsp;</font></p>      <!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">17. Cano RC, Hliba E, Rubiolo   ER. Creatine kinase and lactate   dehydrogenase levels as potential indicators of <i>Trypanosoma cruzi</i> infectivity and histotropism in experimental Chagas’   disease. Parasitol Res. 2000;86(3):244-52.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2628105&pid=S1726-4634201200010000900017&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->   &nbsp;</font></p>      <!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">18. Manoel-Caetano Fda S, Silva   AE. Implications of genetic   variability of <i>Trypanosoma cruzi</i> for the pathogenesis of   Chagas disease. Cad Saude Publica. 2007;23(10):2263-74.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2628107&pid=S1726-4634201200010000900018&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->   &nbsp;</font></p>      <!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">19. da Silva Filho AA, Pires   Bueno PC, Gregório LE, Andrade   e Silva ML, Albuquerque S, Bastos JK. In-vitro trypanocidal   activity evaluation of crude extract and isolated compounds   from Baccharis dracunculifolia D.C. (Asteraceae). J Pharm   Pharmacol. 2004;56(9):1195-9.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2628109&pid=S1726-4634201200010000900019&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->   &nbsp;</font></p>      <!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">20. Rosas LV, Cordeiro MS,   Campos FR, Nascimento SK,   Januário AH, França SC, et al. In vitro evaluation of the   cytotoxic and trypanocidal activities of Ampelozizyphus   amazonicus (Rhamnaceae). Braz J Med Biol Res.   2007;40(5):663-70.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2628111&pid=S1726-4634201200010000900020&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->   &nbsp;</font></p>      <!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">21. Santoro GF, das Graças   Cardoso M, Guimarães LG,   Salgado AP, Menna-Barreto RF, Soares MJ. Effect of   orégano (Origanum vulgare L.) and Thyme (Thymus   vulgaris L.) essential oils on <i>Trypanosoma cruzi</i> (Protozoa:   Kinetoplastida) growth and ultraestructure. Parasitol Res.   2007;100(4):783-90.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2628113&pid=S1726-4634201200010000900021&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->   &nbsp;</font></p>      <!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">22. Santoro GF, Cardoso MG,   Guimarães LG, Mendonça LZ,   Soares MJ. <i>Trypanosoma cruzi</i>: activity of essential oils   from Achillea millefolium L., Syzygium aromaticum L. and   Ocimun basilicum L. on epimastigotes and trypomastigotes.   Exp Parasitol. 2007;116(3):283-90.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2628115&pid=S1726-4634201200010000900022&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->   &nbsp;</font></p>      <!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">23. Ferreira ME, Cebrián-Torrejón   G, Corrales AS, Vera   de Bilbao N, Rolón M, Gomez CV, et al. Zanthoxylum   chiloperone leaves extract: first sustainable Chagas   disease treatment. J Ethnopharmacol. 2011;133(3):986-93.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2628117&pid=S1726-4634201200010000900023&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->   &nbsp;</font></p>      <!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">24. Bringmann G, Hertlein-Amslinger   B, Kajahn I, Dreyer M,   Brun R, Moll H, et al. Phenolic analogs of the N,C-coupled   naphthylisoquinoline alkaloid ancistrocladinium A, from   Ancistrocladus cochinchinensis (Ancistrocladaceae),   with improved antiprotozoal activities. Phytochemistry.   2011;72(1):89-93.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2628119&pid=S1726-4634201200010000900024&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->   &nbsp;</font></p>      <!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">25. Oliveira GM, Masuda MO,   Rocha NN, Schor N, Hooper   CS, Araújo-Jorge TC, et al. Absence of Fas-L aggravates   renal injury in acute <i>Trypanosoma cruzi</i> infection. Mem Inst   Oswaldo Cruz. 2009;104(8):1063-71.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2628121&pid=S1726-4634201200010000900025&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->   &nbsp;</font></p>      <!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">26. de Souza AP, Olivieri BP,   de Castro SL, Araújo-Jorge   TC. Enzymatic markers of heart lesion in mice infected   with <i>Trypanosoma cruzi</i> and submitted to benznidazole   chemotherapy. Parasitol Res. 2000;86(10):800-8.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2628123&pid=S1726-4634201200010000900026&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->   &nbsp;</font></p>      <!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">27. Almeida IC, Gazzinelli RT.   Proinflammatory activity   of glycosylphosphatidylinositol anchors derived from   <i>Trypanosoma cruzi</i>: structural and functional analyses. J   Leukoc Biol. 2001;70(4):467-77.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2628125&pid=S1726-4634201200010000900027&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->   &nbsp;</font></p>      <!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">28. dos Santos PV, Roffê E,   Santiago HC, Torres RA, Marino   AP, Paiva CN, et al. Prevalence of CD8(+)alpha beta T cells   in <i>Trypanosoma cruzi</i>-elicited myocarditis is associated   with acquisition of CD62L(Low)LFA-1(High)VLA-4(High)   activation phenotype and expression of IFN-gammainducible   adhesion and chemoattractant molecules.   Microbes Infect. 2001;3(12):971-84.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2628127&pid=S1726-4634201200010000900028&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->   &nbsp;</font></p>      <!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">29. de Oliveira GM, Yoshida N,   Higa EM, Shenkman S,   Alves M, Staquicini D, et al. Induction of proinflammatory   cytokines and nitric oxide by <i>Trypanosoma cruzi</i> in renal   cells. Parasitol Res. 2011;109(2):483-91.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2628129&pid=S1726-4634201200010000900029&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->   &nbsp;</font></p>      <!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">30. Cardoso J, Soares MJ. In   vitro effects of citral on   <i>Trypanosoma cruzi</i> metacyclogenesis. Mem Inst Oswaldo   Cruz. 2010;105(8):1026-32.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2628131&pid=S1726-4634201200010000900030&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref -->   &nbsp;</font></p>      <p align="justify">&nbsp;</p>      ]]></body>
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